经过多年的演进，体外受精-胚胎移植（IVF-ET）技术已经历了显著的进步。这一领域涵盖了胚胎培养室的优化、精密的促排卵策略、核心IVF程序的精炼、配子冷冻与解冻技术的提升、先进的精子筛选机制、胚胎植入前遗传学检测（PGT）的运用，以及更加科学化的胚胎挑选方法等^[1]。目前，IVF技术的核心组成部分已达到较高水平的成熟度。为了确保这些高技术含量的操作能在一致且稳定的条件下执行，建立一个健全的实验室质量管理体系成为每一家IVF实验室不可或缺的基石。这包括但不限于：维持恒定的实验室环境条件，比如温度、湿度和气体组成；采用标准化操作规程，确保每次实验步骤的一致性和可重复性；定期校准实验室设备和试剂，以减少变异性；实施严格的质量控制措施，比如定期进行内部质控和参与外部质量评估计划；以及投资于专业人员的持续教育和培训，确保他们能熟练掌握最新的技术和理论知识^[2]。根据实际情况分析，本报告旨在系统性地探讨利用胚胎发育潜能评估方法来检验IVF实验室培养环境的稳定性。具体报告如下。

1.资料与方法

1.1一般资料

在2023年1月至2024年1年间，本研究从医院生殖中心纳入了156例年龄低于40岁的患者，均接受了标准促排卵治疗。依据所使用耗材的批号差异，这些患者分配到5个研究小组中，旨在考察不同批号耗材对胚胎发育潜在的差异化效应。IVF-ET操作涉及到的关键材料包括卵子洗涤容器、离心用锥形管、巴斯德吸管、细胞培养皿以及圆底试验管。

1.2方法

（1）超排卵：针对超排卵处理，采取经典的长方案实施：首先，在黄体中期启动垂体抑制，通过每天皮下注射达菲林大约持续至第14天，随后暂停。与此同时，从达菲林停用日起，患者开始每日肌肉注射促卵泡生长激素，并配合定期的B超检查以监控卵泡成熟度与评估激素水平及子宫内膜厚度。取卵条件设定为：至少一个主导卵泡直径达到或超过18mm，伴随至少另外三个卵泡直径不少于16mm，且确保子宫内膜厚度不少于8mm时，即终止促卵泡激素用药。接下来，安排注射10000IU的人绒毛膜促性腺激素（HCG），并在注射后的36h，通过阴道B超引导下进行卵子抽取操作。

（2）精液处理：①非连续密度梯度离心结合上游法（适合质量较好的精子）：在15mL的锥形管内，先加入大约1.5mL80%PureCeption梯度培养液，再叠加相同体积的40%PureCeption梯度培养液，确保两层清晰分隔；取1到2mL已液化的精液，小心覆盖在梯度液面上；使用400g离心力离心15分钟；去除上层液体，收集沉淀并重新悬浮于2mL精子洗涤液（IVF-plus）中；接下来，以500g的离心力进行5分钟的离心处理，再次分离并丢弃上层液体。将剩下的沉淀部分转移到1mL的IVF-plus受精培养液中重新悬浮。最后，将制备好的样本置于37℃、含5%CO₂的培养箱中保存，以待后续使用。②直接洗涤法（适用于严重稀少、活力低下的精子，或通过睾丸、附睾穿刺获取的精子）：首先，将采集的精液与2mLIVF-plus精子洗涤液彻底混合。随后，以500g离心力作用10分钟进行离心分离，之后倒去上层液体，并留存大约0.1mL的沉淀部分。轻轻地重新悬浮沉淀，以促使精子活性的恢复。最后一步，将处理完毕的样本转移至37℃稳定温度下保存，等待进一步应用。

（3）胚胎培育及评估流程：依据既定计划，采取标准体外受精（IVF）或单一精子卵胞质内注射（ICSI）技术进行受精处理。IVF常规步骤：选取经过上游处理的精子，与获能介质混合，调整精子与卵子的比例约为30000:1。接着，缓缓地将精子悬液导入含有卵细胞的培养皿中，以促进卵子受精过程。大约经过4个小时，需要细心移除包裹在卵子外围的颗粒细胞，随后借助显微镜来仔细审视卵子，评估其成熟状态，并确认第二极体是否已正常释放。ICSI操作流程：卵子首先被置于透明质酸酶中，利用巴斯德吸管轻柔吹打以去除大部分颗粒细胞，此过程需控制在1分钟以内，以防透明质酸酶对卵子造成伤害。随后，对去除了颗粒细胞的成熟卵子实施ICSI。受精后18小时观测受精状态，接着在25小时、42小时及66小时分别检查胚胎发育进程并给予评分。约在受精后68小时，适宜的胚胎会被移植，余下的胚胎则进行冷冻保存。

（4）随访：移植手术后14天，通过血液检测HCG水平以判断是否成功妊娠。移植后40天，执行阴道超声波检查，以确认胚胎是否成功着床。

1.3观察指标

分析5组临床资料、实验室资料情况。

1.4统计学处理

采用SPSS20.0软件分析，计量资料以()表示，行t检验，计数资料以[n(%)]表示，行检验，P＜0.05差异有统计学意义。

2.结果

2.1临床资料比较

5组平均年龄、子宫内膜厚度、平均获卵数、种植率、平均移植数比较无显著差异（P＞0.05）。见表1。

表1临床资料比较（）[n(%)]

2.2实验室资料比较

5组受精率、卵裂率、优胚率比较无显著差异（P＞0.05）。见表2。

表2实验室资料比较[n(%)]

3.讨论

近年来，IVF-ET作为一种前沿技术迅速发展，尽管其在我国实验室的平均成功率维持在大约40%，但面对不断攀升的不孕不育人群，这一成功率明显未能充分适应患者的治疗期望^[3]。随着求诊人数的增长，提升IVF成功率成为了迫切需求。在IVF实验室内，环境条件如温度、湿度及二氧化碳浓度的精确控制，以及高质量的试剂与消耗品的使用，均被视为影响胚胎正常发育乃至整个治疗成效的关键要素^[4]。细微的环境偏差都可能对胚胎生命力和后续发育潜力产生不利影响，从而间接制约了整体的成功率。鉴于此，采纳严谨的质量控制策略来持续监控和保障胚胎培养体系的稳定与优化，成为了IVF-ET技术实践中的一个核心环节。这不仅包括采用高灵敏度的监测设备定期检查实验室环境参数，确保其维持在最适范围内，还涉及对所有投入使用的试剂和耗材进行严格筛选和质量验证，以消除任何可能干扰胚胎成长的外部变量^[5]。此外，建立一套全面的质控管理体系，比如实施标准化操作程序、人员专业培训及周期性的内部审核，对于巩固实验室的一致性和提升IVF治疗的整体效率至关重要^[6]。通过这些综合措施，旨在进一步提高临床妊娠率，满足广大不孕不育患者对于高效治疗解决方案的需求。

在评估培养系统性能的现有方法中，包含了小鼠胚胎实验、人类精子存活测试以及内毒素检测等多种技术手段。小鼠胚胎实验作为一种传统方法，早期广泛应用于检验实验室耗材与试剂的安全性与适用性。然而，该方法的局限性不容忽视，实验结果易受多种非实验设计因素的干扰，比如小鼠品系的遗传差异、新环境适应压力，乃至季节变化对小鼠饲养状态的影响，这些变量可能导致实验重复性和准确性下降^[7]。相比之下，人类精子存活实验凭借其操作简便及样本获取便利的优势，成为另一种常用的检测手段。尽管如此，该方法的敏感度及与人体胚胎发育状况的相关性仍存在一定的科学争议，意味着其结果在一定程度上可能无法完全代表或预测人体胚胎在特定培养条件下的实际反应。至于内毒素检测，该技术依赖于对生物酶活性的精确测定，由于其实验要求较为复杂，超出了大多数常规IVF实验室的日常操作范畴和技术能力，因而在当前IVF实验室质量控制实践中已逐渐减少应用^[8]。寻找和开发更加特异、灵敏且易于执行的新检测策略，以替代或补充上述传统方法，成为了提升IVF实验室检测效率与准确性的关键方向。这包括探索新的生物标志物、优化检测流程，以及引入自动化、高通量的分析技术，旨在为IVF治疗提供更为可靠的支持和安全保障。

上述提及的检测手段主要聚焦于评估胚胎或精子短期内的存活状态与发育进程，然而，IVF实验室的质量控制标准更侧重于监测从卵子受精直至胚胎完全发育这一整个周期内的潜力维持。为了更准确、直观地评判实验室质量控制是否达标，采用回顾性分析方法来追踪胚胎的发育轨迹，并构建胚胎发育质量控制图表，是一种更为高效与直接的策略。本研究在既有的精子存活率测试基础之上，进一步拓展，运用胚胎的长期发育潜能作为评判指标，对不同批次的实验耗材稳定性进行了系统性的回顾分析。研究结果显示，5组临床资料、实验室资料比较无显著差异（P＞0.05）。各组最低受精率、卵裂率、优胚率分别为76.74%、95.61%、48.65%，与我国设定的IVF实验室质量控制规范相符，是维护实验室整体稳定性的基石，这对于保障胚胎能够顺利发育起到决定性作用。实验室环境中哪怕是细微的变化，都可能在分子、细胞乃至遗传层面悄无声息地对胚胎产生深远影响，这类微妙效应往往超越了传统胚胎形态学评估所能捕捉的范畴。鉴于此，构建一个严谨而全面的质量管理体系成为了IVF实验室运作的先决条件。

综上所述，本中心采用的不同批次的实验耗材表现出了稳定性。通过质量管理系统的指导，实施定期的回顾性评估，并利用胚胎发育指标来进一步确认各项检测指标的一致性，证明了这种验证流程的必要性。

参考文献

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